腫瘍増殖制御学部 (令和４年度より変更)
スタッフ
| 東山 繁樹 | 部長（兼任） |
| 今川 佑介 | チームリーダー |
| 平塚 徹 | チームリーダー |
| 松岡 洋祐 | 上級博士研究員 |
| 中山 淳 | 研究員 |
| 西田 亮一 | 技術補助員 |
| 猪俣 有紀乃 | 技術補助員 |
| 高野 慶子 | 共同研究員 |
| 花田 亜希子 | 共同研究員 |
| 李 泰伯（ﾘ ﾀｲﾎﾞ） | 大阪大学大学院薬学研究科連携大学院生 |
| 張 偉生（ﾁｮｳ ｲｼｮｳ） | 大阪大学大学院医学系研究科連携大学院生 |
| 叶 華沢（ﾖｳ ｶﾀｸ） | 大阪大学大学院医学系研究科連携大学院生 |
| 王 紫微（ｵｳ ｼﾋﾞ） | 大阪大学大学院医学系研究科連携大学院生 |
| 中嶋 夢生 | 大阪大学大学院生命機能研究科大学院生 |
研究テーマ
腫瘍増殖制御学部では、細胞の「増殖」、「生存」、「老化」、「死」の分子基盤理解に向けての研究と、
その成果を基にがん治療へのアプローチのための新規技術開発を進め、応用を目指す。
テーマ１
細胞増殖・分裂の促進―抑制の分子スイッチの探索・同定とがん治療応用
細胞増殖のイニシエーションは、増殖因子とその受容体から誘導される増殖・分裂促進シグナルによってもたらされるが、個体組織中の細胞は、組織恒常性維持のため増殖抑制のシグナルを組織微小環境下で受けており、その中で、増殖・分裂を行うと考えられる。即ち、細胞は、増殖・分裂の抑制と促進の両方のシグナルを巧妙に処理する分子機構を有している。
我々の研究グループは、個体発生のみならず成体の組織損傷時の修復・再生や固形がん細胞の増殖・転移に見られる血管のダイナミックなリモデリングである血管新生に着目し、解析を進めた。その結果、血管新生時における血管内皮細胞 (vascular endothelial cell; VEC)での増殖・分裂の抑制と促進のシグナル分子スイッチ機構としてCRL3BAZF (Cullin3-Rbx1-BAZF ubiquitin E3 Ligase)を同定するに至った(Blood 2012、J. Biochem. 2017 review)。さらには、CRL3KCTD10による RhoB制御を見出し (J. Cell Biol. 2018、Cancer Sci. 2019, BioEssay 2020 review), CRL3KCTD10-RhoB軸によるHER (Human Epidermal Growth Factor Receptor) family 受容体型チロシンキナーゼの活性化―抑制の新たな分子スイッチ機構を見出した（論文投稿中）。また、ヒト前立腺癌患者の10−15％に見出されたSPOP遺伝子変異の機能解析から、SPOPF133V変異体が特異的にゲノム不安定性を誘導する(gain-of-function変異) ことを見出した (Mol. Cell Biol. 2020, Int. J. Mol. Sci. 2020 review) 。SPOPはCRL3の基質受容体として機能し（CRL3SPOP）、アンドロゲン受容体をはじめとして多くの基質を標的とし、機能制御する。CRL3SPOPはゲノム安定性維持に必須の因子としての機能を有する。
以上のように、CRL3を基盤とした細胞増殖・分裂の制御機構の理解を深め、その破綻による細胞増殖性病態の解明と治療戦略の確立・がん治療応用を目指している。
１：血管新生におけるCRL3の機能解析
２：HER受容体型チロシンキナーゼ活性制御におけるCRL3の機能解析と新規HER制御方の開発・がん治療応用
３：前立腺癌におけるSPOP遺伝子変異とゲノム不安定性誘導の分子機構解析と新規治療戦略の開発・応用
テーマ２
疾患特異的変異タンパク質の分解誘導システムの開発とがん治療応用
変異タンパク質の蓄積や異常活性化・不活性化によって引き起こされる疾患は多く、その代表例に、がんや神経変性疾患等がある。通常、私たちの体には、タンパク質を一定量に保ったり、品質を管理したりするシステムとしてユビキチン・プロテアソームによるタンパク質分解システムがある。このシステムの一つを、任意に標的とする変異タンパク質に指向性を持つようにすることができれば、変異タンパク質の蓄積や異常活性化・不活性化を防ぐことができる。本研究では、CRL3システムを用いて、変異タンパク質を任意に標的・分解する共通技術プラットホームを提案・創出し、がん治療への応用を目指している。
テーマ３
がんシグナルのライブイメージング
細胞内シグナルの異常活性化は、がんの病態の中心的な分子メカニズムである。しかし、がん組織におけるシグナルダイナミクスは、個々のがん細胞で異なっており、さらに時間と共に変化する非常に複雑なものである。このような複雑さは、がん細胞の薬剤耐性獲得といったがん治療の問題の一因であり、新たな研究アプローチが模索されている。
細胞内シグナルの検出には、リン酸化等の分子修飾を特異抗体で検出する生化学的手法が一般的である。しかし、これらの手法では個々の細胞のシグナル活性や、時間変化までを追うことはできない。そこで我々のグループでは、最先端のライブイメージング技術によりこの問題に取り組んでいる。特に、細胞の増殖を制御するキナーゼ分子であるERK（extracellular signal-regulated kinase）に注目し、既存の手法で知り得なかった個々の細胞におけるERKの時空間活性パターンを明らかにし、その細胞機能へのつながりを明らかにしている。
さらに、従来の２次元培養システムにとどまらず、患者由来がんオルガノイドや生体マウスを用いたライブイメージング技術を用い、がん治療に直結する実践的なシグナル情報を取得することを重視している。このようなアプローチによって、個々のがん細胞の不均一な薬剤応答性を定量的に理解し、どのようにすれば細胞集団としてのがん組織を制御できるのかという課題に取り組んでいる。実際、シグナル分子を標的とした様々な抗がん剤の効果は、個々のがん細胞のレベルで大きく異なることがわかっており、今後、より有効性の高い薬剤療法や治療ストラテジーの開発につなげることを目指し、研究を進めている。
テーマ４
細胞死のメカニズム解明とがん治療応用
哺乳動物における生理的細胞死（プログラム細胞死）と病理的細胞死の解析
多くの真核細胞は細胞内に自死装置を備えており、必要に応じ積極的にそのスイッチを入れ死に至り、死細胞はすみやかに取り除かれる。この機構は多くの生命現象と深く関わっており、個体発生期の形態形成、成体組織の恒常性の維持、有害または不要な細胞の除去などに利用されている。この生理的な細胞死（プログラム細胞死）の一つの機構としてアポトーシスが知られているが、近年、非アポトーシス型細胞死機構の関与も示唆されている。一方、細胞死制御の破綻は種々の疾患の発症につながるため、それらの疾患治療の観点からも注目されている。我々の研究室では、哺乳動物細胞が持つ細胞死機構に焦点を合わせ、それらの分子機構を分子生物学的、細胞生物学的、生化学的、遺伝学的および生体工学的手法を駆使し解析している。最近の我々の解析から、哺乳動物個体内で起こるプログラム細胞死にも、疾患に関わる病理的細胞死にも非アポトーシス型細胞死機構が深く関わることを見出しており、細胞死学の新たな展開につながりつつある。
サブテーマ１：「非アポトーシス型細胞死機構の解析」
最近の我々の解析から、哺乳動物個体内で起こる生理的なプログラム細胞死にも、疾患に関わる病理的細胞死にも非アポトーシス型細胞死機構が深く関わることを見出しており(Genes Cells 2015, Nat Commun 2016, Cell Death Discov , 2017)、哺乳動物における細胞死を包括的に理解するためには、アポトーシスに加え非アポトーシス型細胞死機構の解析が必須となっている。非アポトーシス型細胞死機構の詳細な解析のため、マウス組織での解析に加え、培養細胞系を利用した解析も行っている。培養細胞系を用いた系では、オートファジー（自食）に依存した細胞死機構やネクロプトーシス、他の複数の新規の細胞死機構などを解析している。
サブテーマ２：「マウス個体内で起こるプログラム細胞死の解析」
哺乳動物個体内で起こるプログラム細胞死は、個体発生期の形態形成、成体組織での恒常性の維持（新旧細胞の交替）、不要な組織や細胞の除去などに関わっている。我々は、最近これらのプログラム細胞死に非アポトーシス型細胞死機構が深く関わることを見出しており(Genes Cells 2015, Nat Commun 2016)、胚発生期の骨形成や血管形成、胎盤の形態形成、小腸上皮におけるcell turnover系など幾つかをモデルに選び、独自の細胞死in vivoイメージング法(Nat Commun 2016)や小腸のex vivo器官培養系(Genes Cells 2015)などを構築し詳細な解析を行っている。
論文
テーマ1．2
- 1. Watanabe R, Maekawa M, Hieda M, Taguchi T, Miura N, Kikugawa T, Saika T, Higashiyama S. SPOP is essential for DNA-protein cross-link repair in prostate cancer cells: SPOP-dependent removal of topoisomerase 2A from the topoisomerase 2A-DNA cleavage complex. Mol Biol Cell. 2020 Mar 15;31(6):478-490. doi: 10.1091/mbc.E19-08-0456.
- 2. Kovačević I, Sakaue T, Majoleé J, Pronk MC, Maekawa M, Geerts D, Fernandez-Borja M, Higashiyama S, Hordijk PL. The Cullin-3-Rbx1-KCTD10 complex controls endothelial barrier function via K63 ubiquitination of RhoB. J Cell Biol. 2018 Mar 5;217(3):1015-1032. doi: 10.1083/jcb.201606055.
- 3. Fukuda S, Nishida-Fukuda H, Nanba D, Nakashiro K, Nakayama H, Kubota H, Higashiyama S. Reversible interconversion and maintenance of mammary epithelial cell characteristics by the ligand-regulated EGFR system. Sci Rep. 2016 Feb 2;6:20209. doi: 10.1038/srep20209.
- 4. Nanba D, Toki F, Tate S, Imai M, Matsushita N, Shiraishi K, Sayama K, Toki H, Higashiyama S, Barrandon Y. Cell motion predicts human epidermal stemness. J Cell Biol. 2015 Apr 27;209(2):305-15. doi: 10.1083/jcb.201409024.
- 5. Nanba D, Toki F, Matsushita N, Matsushita S, Higashiyama S, Barrandon Y. Actin filament dynamics impacts keratinocyte stem cell maintenance. EMBO Mol Med. 2013 Apr;5(4):640-53. doi: 10.1002/emmm.201201839.
- 6. Ohnuki H, Inoue H, Takemori N, Nakayama H, Sakaue T, Fukuda S, Miwa D, Nishiwaki E, Hatano M, Tokuhisa T, Endo Y, Nose M, Higashiyama S. BAZF, a novel component of cullin3-based E3 ligase complex, mediates VEGFR and Notch cross-signaling in angiogenesis. Blood. 2012 Mar 15;119(11):2688-98. doi: 10.1182/blood-2011-03-345306.
- 7. Inoue A, Ishiguro J, Kitamura H, Arima N, Okutani M, Shuto A, Higashiyama S, Ohwada T, Arai H, Makide K, Aoki J. TGFα shedding assay: an accurate and versatile method for detecting GPCR activation. Nat Methods. 2012 Oct;9(10):1021-9. doi: 10.1038/nmeth.2172.
- 8. Sahin U, Weskamp G, Kelly K, Zhou HM, Higashiyama S, Peschon J, Hartmann D, Saftig P, Blobel CP. Distinct roles for ADAM10 and ADAM17 in ectodomain shedding of six EGFR ligands. J Cell Biol. 2004 Mar 1;164(5):769-79. doi: 10.1083/jcb.200307137.
- 9. Nanba D, Mammoto A, Hashimoto K, Higashiyama S. Proteolytic release of the carboxy-terminal fragment of proHB-EGF causes nuclear export of PLZF. J Cell Biol. 2003 Nov 10;163(3):489-502. doi: 10.1083/jcb.200303017.
- 10. Asakura M, Kitakaze M, Takashima S, Liao Y, Ishikura F, Yoshinaka T, Ohmoto H, Node K, Yoshino K, Ishiguro H, Asanuma H, Sanada S, Matsumura Y, Takeda H, Beppu S, Tada M, Hori M, Higashiyama S. Cardiac hypertrophy is inhibited by antagonism of ADAM12 processing of HB-EGF: metalloproteinase inhibitors as a new therapy. Nat Med. 2002 Jan;8(1):35-40. doi: 10.1038/nm0102-35.
テーマ3
- 1. Hiratsuka T, Bordeu I, Pruessner G, Watt FM. ERK basal and pulsatile activity are differentially regulated in mammalian epidermis to control proliferation and exit from the stem cell compartment. Proc Natl Acad Sci U S A, 2020;117(30):17796-17807.
- 2. Aoki K, Kondo Y, Naoki H, Hiratsuka T, Itoh RE, Matsuda M. Propagating Wave of ERK Activation Orients Collective Cell Migration. Dev Cell. 2017;43(3):305-17 e5.
- 3. Hiratsuka T, Fujita Y, Naoki H, Aoki K, Kamioka Y, Matsuda M. Intercellular propagation of extracellular signal-regulated kinase activation revealed by in vivo imaging of mouse skin. Elife. 2015;4:e05178.
テーマ4
- 1. “Guidelines for the use and interpretation of assays for monitoring autophagy (4th edition)” Klionsky D, Imagawa Y, et al., Autophagy, Online ahead of print, doi: 10.1080/15548627.2020.1797280. (2021)
- 2. Tsuchiya Y, Saito M, Kadokura H, Miyazaki JI, Tashiro F, Imagawa Y, Iwawaki T, Kohno K. IRE1-XBP1 pathway regulates oxidative proinsulin folding in pancreatic β cells. J Cell Biol 217 1287-1301 (2018)
- 3. Arakawa S, Tsujioka M, Yoshida T, Tajima-Sakurai H, Nishida Y, Matsuoka Y, Yoshino I, Tsujimoto Y, Shimizu S. Role of Atg5-dependent cell death in the embryonic development of Bax/Bak double-knockout mice. Cell Death Differ 24 1598-1608 (2017)
- 4. Ito K, Eguchi Y, Imagawa Y, Akai S, Mochizuki H, Tsujimoto Y. MPP+ induces necrostatin-1- and ferrostatin-1-sensitive necrotic death of neuronal SH-SY5Y cells. Cell Death Discov 3 17013 (2017)
- 5. Imagawa Y, Saitoh T, Tsujimoto Y. Vital staining for cell death identifies Atg9a-dependent necrosis in developmental bone formation in mouse. Nat Commun 7 13391 (2016)
- 6. Yamaguchi H, Arakawa S, Kanaseki T, Miyatsuka T, Fujitani Y, Watada H, Tsujimoto Y, Shimizu S. Golgi membrane-associated degradation pathway in yeast and mammals. EMBO J 35 1991-2007 (2016)
- 7. Matsuoka Y, Tsujimoto Y. Role of RIP1 in physiological enterocyte turnover in mouse small intestine via nonapoptotic death. Genes Cells 20 11-28 (2015)
- 8. Shimizu S, Konishi A, Nishida Y, Mizuta T, Nishina H, Yamamoto A, Tsujimoto Y. Involvement of JNK in the regulation of autophagic cell death. Oncogene 29 2070-82 (2010)
- 9. Nishida Y, Arakawa S, Fujitani K, Yamaguchi H, Mizuta T, Kanaseki T, Komatsu M, Otsu K, Tsujimoto Y, Shimizu S. Discovery of Atg5/Atg7-independent alternative macroautophagy. Nature 461 654-8 (2009)
- 10. Yanagitani K, Imagawa Y, Iwawaki T, Hosoda A, Saito M, Kimata Y, Kohno K. Cotranslational targeting of XBP1 protein to the membrane promotes cytoplasmic splicing of its own mRNA. Mol Cell 34 191-200 (2009)
- 11. Nakagawa T, Shimizu S, Watanabe T, Yamaguchi O, Otsu K, Yamagata H, Inohara H, Kubo T, Tsujimoto Y. Cyclophilin D-dependent mitochondrial permeability transition regulates some necrotic but not apoptotic cell death. Nature 434 652-8 (2005)
- 12. Shimizu S, Kanaseki T, Mizushima N, Mizuta T, Arakawa-Kobayashi S, Thompson CB, Tsujimoto Y. Role of Bcl-2 family proteins in a non-apoptotic programmed cell death dependent on autophagy genes. Nat Cell Biol 6 1221-8 (2004)
- 13. Konishi A, Shimizu S, Hirota J, Takao T, Fan Y, Matsuoka Y, Zhang L, Yoneda Y, Fujii Y, Skoultchi AI, Tsujimoto Y. Involvement of histone H1.2 in apoptosis induced by DNA double-strand breaks. Cell 114 673-688 (2003)
